Kurzschwanz-Zwergopossums

Monodelphis domestica ist unter mehreren deutschen Bezeichnungen wie Kurzschwanzopossum, Zwergopossum, Kurzschwanz-Zwergopossum oder Hausspitzmausbeutelratte bekannt und ist als Vertreter der Didelphidae ein echtes Beuteltier. Da die Art als Labortier relativ verbreitet ist, hat sie auch leicht den Weg in die Heimtierhaltung gefunden.

Verbreitung und Lebensraum

Kurzschwanzopossums kommen südlich des Amazonasbeckens in Nordargentinien, Brasilien, Bolivien und Paraguay vor (Flores & de la Sancha 2016). Hier bewohnen sie vor allem trockene Wald- und Buschgebiete sowie Steppen und felsige Lebensräume . Ebenso sind sie in ausgetrockneten Flussbetten und Kulturland zu finden. Ebenso suchen manche Tiere menschliche Siedlungen auf, in denen sie wegen ihrer Vorliebe für Mäuse und Insekten als Kammerjäger geschätzt werden (Schumacher 2004).

Biologie und Lebensweise

Monodelphis domestica erreicht im Freiland eine Kopf-Rumpf-Länge von 12,3 - 17,9 cm (14,3 cm). Der Schwanz ist mit 4,6 - 9,1 cm etwa halb so lang. Das Gewicht liegt bei 58 - 95 g. Tiere in menschlicher Obhut werden durchschnittlich größer und schwerer. Die Kopf-Rumpf-Länge wird von Macrini (2004) mit 17 - 20 cm bei einer Schwanzlänge von 6 - 8 cm angegeben. Weibliche Tiere erreichen ein Gewicht von etwa 80 -100 g, Männchen sogar 90 - 150 g (vgl. ebd.). Unabhängig davon können Männchen anhand des breiteren Kopfes und den deutlich sichtbaren Hoden (die untypischerweise vor dem Penis liegen) von den Weibchen unterschieden werden. Im Gegensatz zu anderen Beuteltieren haben weibliche Monodelphis keinen echten Beutel, sondern eher eine Ausbuchtung in der Bauchdecke, die 13 radial angeordnete Zitzen aufweist.

Das Fell ist oberseits graubraun und wird zu den Wangen und Flanken hin etwas heller. Kinn, Bauch und Füße sind hellgrau, und können benso wie die Flanken einen deutlichen Gelbstich aufweisen (vgl. Macrini 2004). Schwanz und Ohren sind sind beinahe unbehaart.

In freier Wildbahn leben Kurschwanzopossums einzelgängerisch in Revieren von etwa 1500 m² mit einer Populationsdichte von maximal 4 Tieren pro Hektar (vgl ebd.). Die nachtaktiven Bodenbewohner begeben sich vor allem in den ersten 1 - 3 Stunden nach Sonnenuntergang auf Futtersuche und stöbern Beutetiere im Bodengrund auf. Kleine Wirbeltiere und Insekten werden mit dem Maul und teilweise auch den Vorderpfoten ergriffen und durch einen Biss in Kopf oder Nacken getötet. Fliegende Insekten werden auch aus der Luft gepackt, Skorpionen wird zunächst das Schwanzende mit de Giftstachel entfernt (vgl. Smith 2008).

 

Den Tag verbringen die Tiere in Felsspalten und natürlichen Höhlen, in denen Individuen beider Geschlechter je nach Wetterlage mehr oder weniger aufwändige Nester anlegen. Diese bestehen aus trockenen Blättern, Gräsern und Rinde, aber auch aus abgestreifter Schlangenhaut, Plastik, Papier oder Stoffstücken (vgl. Smith 2008). Nistmaterial wird mit Maul und Vorderpfoten eingesammelt und gefaltet und dann an der Körperunterseite entlang mit den Hinterbeinen zum Greifschwanz befördert, um es zu transportieren. 

 

Gegenüber Artgenossen verhält sich Monodelphis domestica eher feindselig. Die Tiere fauchen und drohen sich mit geöffnetem Maul. Je aggressiver die Tiere sind, desto weiter öffnen sie das Maul. Dies geht einher mit dem Anheben einer Vorderpfote und einer insgesamt aufgestellten Körperhaltung. Im Kampf werden sowohl die Zähne als auch die Krallen von Vorder- und Hinterpfoten eingesetzt. Üblicherweise reichen insbesondere zwischen Männchen und Weibchen oder zwischen Weibchen untereinander Drohgebärden aus. Zum Kampf kommt es eher zwischen zwei Männchen. Weibchen tendieren weniger dazu Männchen anzugreifen, wenn ihnen ihr Geruch vertraut ist. (vgl. Smith 2008)

Haltung

Kurzschwanz-Zwergopossums werden seit mindestens 1978 in den USA als Labortiere gezüchtet (Wilkinson et al. 2010). Hier finden meist Standard-Laborkäfige für Ratten Verwendung, in denen die Tiere einzeln gehalten werden (VandeBerg & Robinson 1997). Smith (2008) berichtet von erfolgreicher Zucht bei einer Haltung von Einzeltieren in Makrolonkäfigen der Größe T3 (43 x 22 x 13 cm). VandeBerg & Willimas-Blangero (2010) nennen auch nächstkleinere Standardgröße von 27 x 17 x 12 cm. Die Abmessungen der Nestboxen werden mit 18 x 13 x 10 cm (bzw. 12 x 12 x 5 cm, Smith 2008) angegeben, wobei der Eingang im Durchmesser 3 bis 5 cm groß ist (vgl. VandeBerg & Willimas-Blangero 2010; siehe auch Macrini 2004).

 

Wilkinson et al. (2010) verglichen in einer Versuchsreihe das Verhalten männlicher Einzeltiere in Standard-Laborkäfigen und verhaltensgerechter eingerichteten Käfigen (enriched floor pen). Bei den Standardkäfigen handelte es sich um Makrolonkäfige (56 × 38 × 20 cm) mit einer Pappröhre als Einrichtung. Der andere Käfig hatte die Abmessungen 145 x 83 x 100 cm und war mit einem Sandbad, verschiedenen Nestboxen,  Röhren, Plattformen und Ästen ausgestattet. In beiden Varianten bestand der Bodengrund aus Holzspänen und die Tiere erhielten weiche Papiertücher als Nistmaterial. Alle fünf Versuchstiere zeigten stereotypes Verhalten (Gitterbeißen, Schwanzjagen, Kopfdrehen, Rückendrehen) im Standardkäfig, welches in Käfigen mit abwechslungsreicher Einrichtung nicht vorkam. Stattdessen zeigten sie in der angereichterten Umgebung natürliche Verhaltensweisen wie Rennen und Springen. Dennoch konnte nachgewiesen werden, dass die Tiere im Untersuchungszeitraum zunehmende inaktiver wurden, je mehr Zeit sie in ein und demselben Käfig verbrachten. Die Forscher_innen schließen, dass die Haltung in Standard-Laborkäfigen dem Wohlbefinden der Tiere abträglich ist, im Vergleich zur Haltung in verhaltensgerechter eingerichteten Käfigen. Aus der zunehmenden Inaktivität lässt sich schließen, dass jeder Käfig einer regelmäßigen Neugestaltung bedarf, um den Tieren möglichst Abwechslung und geistige Anregung zu bieten.

 

In der Heimtierhaltung sind Kurzschwanzopossums insbesondere in den USA beliebt. Auf verschiedensten Ratgeberseiten wird die Haltung in Aquarien mit einem Fassungsvermögen von 10 oder 20 Gallonen empfohlen, was in etwa den Abmessungen von 50 x 30 x 30 cm bzw. 76 x 30 x 30 cm entspricht. (vgl. S&S Exotic Animals Inc. 2020)
Entsprechend den Untersuchungsergebnissen von Wilkinson et al. (2010) sind auch diese Käfigmaße als nicht geeignet zu betrachten. Das Säugetiergutachten des BMEL (2014) nennt für die Haltung von Monodelphis Mindestmaße von "0,5 m² und 0,5 m³ (Höhe mindestens 1 m)" für ein Tier. Dies entspricht also einem Käfig oder Terrarium von 100 x 50 x 100 cm (L x B x H). Schumacher (2004) empfiehlt ein Terrarium mit einer Grundfläche von 120 x 60 cm und einer Höhe von 80 - 100 cm.


Ehrlich

 

Als Bodengrund eignet sich ein Gemisch aus Erde und Sand, weniger naturnahe Substrate, wie etwa die üblichen Holz- oder Hanfstreusorten für Kleintiere, sind gerade bei der Ernährung mit tierischer Nahrung weitaus einfacher sauber zu halten. Eine zusätzliche Beleuchtung ist nicht notwendig, eine Terrarienheizung stellt in kühlen Räumen sicher, dass die Temperatur im Becken nicht unter 20°C fällt.

Als Schlafhöhle eignen sich viele Unterschlupfmöglichkeiten für Goldhamster oder Ratten. Ebenfalls geeignet sind Nistboxen für Sittiche, Korkröhren und hohle Äste. Werden mehrere Schlafplätze angeboten, kann das Tier frei wählen und sich darin ein Nest bauen. Als Nistmaterial sollten stets Heu und getrocknete Blätter angeboten werden. Ebenso geeignet ist zerrissenes Haushaltspapier oder getrocknetes Moos aus dem Terraristikhandel. 

 

Die weitere Einrichtung besteht aus Ästen, Kork- und Tonröhren, Rindenstücken oder auch Steinen. Die naturnahe Gestaltung mit ungiftigen Pflanzen ist ebenfalls möglich. Futter kann in standfesten Näpfen aus Keramik oder Steingut angeboten werden. Für die Wasserversorgung eignen sich Kleintiertränken mit Kugelventil.

Ernährung

In der Natur ernähren sich Kurzschwanzopossums von kleineren Nagetieren, Reptilien und Amphibien sowie von Wirbellosen. Für die Laborhaltung wird beinahe einhellig Pressfutter für Füchse (fox chow) empfohlen, das offenbar auch gut angenommen wird. (vgl. VandeBerg & Robinson 1997; Macrini 2004; Smith 2008; VandeBerg & Willimas-Blangero 2010)

Johnson-Delaney (1999) empfiehlt alternativ eine Fütterung von täglich 1 - 2 Teelöffeln Insektivorenfutter (min 20 % Rohprotein, 7 % Rohfett; max. 6 % Rohfaser, 36 % Feuchtigkeit) oder Igelfutter (32 % Rohprotein, 6 % Rohfett; max. 5 % Rohfaser, 10 % Feuchtigkeit), ¼ TL gekochtes Fleisch, ¼ TL Obst (Traube, Apfel, Kiwi, Banane, Orange), lebende Insekten und Würmer sowie gelegentlich ¼ TL gekochtes Ei oder Hüttenkäse. sowie Lebendfutter in Form von Grillen. Obst und Fleisch sollen mit Vitamin- und Mineralpulver angereichert werden und der Fettanteil möglichst gering gehalten werden. (vgl. ebd.)

Wilkinson et al. (2010) fütterten Futterpulver für Katzen, welches am Vortag mit Wasser und etwas Sonnenblumenöl angerührt und dann in kleinen Blöcken verfüttert wird. Smith 2008 nennt darüber hinaus auch eine Fütterung mit Mehlwürmern, Orange, Banane, Kondensmilch, Rinderhackfleisch gemischt mit Eiweiß und Weizenkeimen und einem Vitaminzusatz. 

 

In der Heimtierhaltung in den USA wird vor allem Katzentrockenfutter, Obst und Fruchtbrei empfohlen, im Gegensatz zum deutschsprachigen Raum spielen hier Futtertiere kaum eine Rolle. Schumacher (2004) empfiehlt die Fütterung von Insekten jeglicher Art, sowie Mäusen in allen Größen. Junge Zwergopossums werden von nestjungen Mäusen an langsam an größere Tiere gewöhnt. Ebenso könne hochwertiges Hunde- oder Katzenfutter gegeben werden. Katzentrockenfutter könne immer im Terrarium bereitstehen. Darüber hinaus werden hart gekochtes Ei, Babybrei, überreifes Obst und Fruchtjogurt als Ergänzung genannt. (vgl. ebd.)

 

Auch wenn Monodelphis eine ausgewachsene Farbmaus überwältigen und töten können, wird diese nicht innerhalb einer Nacht gefressen. Für ein erwachsenes Kurzschwanzopossums ist ein Nagetier von 10 - 20 g ausreichend. Insbesondere, wenn zusätzlich noch Insekten und Obst angeboten werden. Neben Farbmäusen auch andere – ggf. nestjunge – Nagetiere wie etwa Vielzitzenmäuse, Knirpsmäuse, Farbratten, Hamster, Stachelmäuse oder Rennmäuse angeboten werden. Eine Schale mit hochwertigem Katzentrockenfutter kann jederzeit bereitstehen und sollte ein bis zweimal wöchentlich erneuert werden.

 

https://www.sdbonline.org/sites/ShortCourse/Cruz.pdf

 

Grundsätzlich sollten kleine Nagetiere und Insekten verfüttert werden. Während Jungtieren zunächst kleine Futtertiere wie Babymäuse, Grillen und Heimchen ausreichen, können ausgewachsenen Zwergopossums alle Nagetiere bis zur Größe einer Farbmaus und Futterinsekten in allen Größen angeboten werden. Da Monodelphis geschickte Jäger sind und ihre Beute schnell töten, können die Futtertiere auch lebend ins Terrarium gegeben werden. Ein Exemplar frisst am Tag etwa eine kleine Maus. Dennoch ist es ratsam, immer eine Schale mit hochwertigem Katzen- oder Frettchentrockenfutter anzubieten. Dieses sollte salzarm und zuckerfrei sein. Hartgekochtes Eiweiß oder süße Früchte (in Stückchen oder als Brei) können regelmäßig gefüttert werden.

 

Opossums sollten zu Beginn ihrer Aktivitätszeit, also zur Dämmerung gefüttert werden. Sie tragen Beutetiere oft zu bestimmten Fressplätzen, die jeden Morgen von Futterresten befreit werden müssen. Ebenso sollten Kotplätze regelmäßig gereinigt werden. Nutzt das Zwergopossum seine Nisthöhle auch als Kotplatz, sollte die Reinigung dann stattfinden, wenn das Tier wach ist und das Nest verlassen hat. Teile der Einrichtung sollten wöchentlich gewechselt oder mit heißem Wasser abgespült werden. Eine Grundreinigung ist bei der Haltung auf Hanfstreu nur alle paar Wochen nötig. Wird nur ein Teil des Bodengrunds ausgetauscht, mindert dies den Stress für das Opossum.

 

     Fox Chow (35 % Rohprotein, 13 % Rohfett, 4,5 % Rohfaser) hat sich im Laborversuch als das beste erwiesen gegenüber ähnlichem Futter für Hunde, Katzen, Krallenaffen und Nerze ebenso wie frisches Fleisch, Insekten, Eier,Milch, nestjunge Mäuse und Obst. Vgl UFAW vdb & williams blangero

 

 

 

 

Zucht

Mittlerweile wird allerdings auch von  harmonischen Paaren und Weibchengruppen berichtet. Ist keine Zucht beabsichtigt, sollte die Einzelhaltung bevorzugt werden.

 

 

Juveniles may engage in play-fighting, though adults rarely or never do so. (Macrini 2004). Feeding individuals are oblivious to external disturbances and do not react to agonistic threats by other individuals (Streilein 1981a).

Smith P 2008

 

 

In captivity this species breeds throughout the year, and some females produce four litters a year, some studies suggest up to six litters. The female builds a compact, complicated nest, carrying nesting material with her tail. Gestation lasts fourteen or fifteen days; young are born at about 0.10 g; litter size is three to fourteen, with an average of seven; and the oestrous cycle is twenty-eight days. Other studies give age of first reproduction is five to seven months, and a litter range from 6 to 11 with an average of 8.4. Young are attached to the nipple for about two weeks and then enter a nest phase. The female does not have a pouch but will transport young on her back. Young eat solid food at four to five weeks, can be separated from the females at seven weeks, and can reproduce at fifteen months. In captivity males often weigh considerably more than females. Flores & de la Sancha (2016)

 

 

Breeding procedure: The breeding procedure may be broken up into a series of seven steps over about 20 to 120 days. The seven steps are described below. Step 1. “Breeding Pair Neighbors” Duration: 1 day The cages of the female members of the chosen breeding pairs are moved to the male chamber and are placed right next to the cage of the mate to be. Step 2. “Cages switched” Duration: 4 days For each breeding pair, the male is put in the female’s cage and the female is put in the male’s cage. (Cage cards should also be switched.) Step 3. “Paired” Duration: Usually 5 days Breeding pairs are moved into the special double cages. Each cage is outfitted with two houses, food dishes, and water bottles. The animals tend to fight so keep an eye out for injuries.Step 4. “Pair separated”

11/21/2007 “Pup Check” Card on females Duration: 14 days minus number of days paired. (Usually 14-5= 9days)Males return to normal routine. Females begin pup check 14 days after first day of pairing. Males and females are moved to fresh individual cages. Females are returned to the female chamber. Step 5. “Pup Check” Duration: Number of days paired (usually 5 days) Females are checked daily for newborn pups. Females at this stage should be handled as little as possible. If the mother and young are disturbed before the young have attached solidly to a nipple, the young may fall off the mother and will likely be eaten by her. Since mating usually occurs at about 2-6 AM and the average gestation length is 14.5 days, the expected time of birth would be 2-6 PM. To avoid disturbing the mother during birth, it is probably best to do pup checks late in the afternoon. Step 6. “Mother with pups” Pink card Duration: Two months The number of pups and birthday are marked on the pink card. Pups are removed as needed. (This will be marked on the pink card.) Only members of the Smith lab should handle the mothers and pups. Pups less than two days old are not firmly attached to a teat and may fall off and be eaten by the mother. Pups older than about 10 days will temporarily detach from the mother and hide in the nest material and bedding and are easy to miss. Monitor the food dish in cages with lactating females. Food and cages may require more frequent changing. If a female has less than 4 pups she is unlikely to keep the litter. Pups can be separated from the mother (and each other) as early as 60 days after birth. We often have a transitional period where pups are separated and kept 2 or so to a cage for several weeks. Step 7. “Not Breeding” Duration: Indefinite After all pups are removed from a mother or no pups were born during the pup check period an individual returns to the “Not Breeding” status. Individuals in this status follow the usual care-taking routine. We like to give breeders about two months rest between breedings. Females who have just raised young should get at least 6 months rest (unless the litter was lost prematurely).Smith (2007)

 

 

 

Captive individuals breed happily in cages 43 x 22 x 13cm with a small nest box 18 x 13 x 10cm, a covering of wood-shavings on the floor and an ambient temperature of between 23.5 and 26.5ºC. Captive populations may produce up to four annual litters. Switching males following mating acts to reduce female violence and males must be removed upon birth of the litter (Trupin & Fadem 1982). Upon reaching sexual maturity the siblings must be separated. Onset of reproductive decline begins earlier in females (18-24 months) than males (24-30 months). (Bergallo & Cerquiera 1994, Macrini 2004). Seasonality It breeds throughout the year in the Chaco and Brazilian caatinga producing at least two litters and occasionally as many six annually. Streilein (1982c) found lactating females in 8 of the 10 months sampled in the caatinga and considered it a year-round polyestrous breeder. Breeding is seasonal in Bahía, Brazil, and coincides with the wet season, with females becoming reproductively active once they reach Age Class 5. A population peak is reached in July in Pernambuco, Brazil (Bergallo & Cerquiera 1994). Courtship Trupin & Fadem (1982) described courtship in captive individuals. Initial interactions between male and female consist of genital sniffing and face-to-face contact is avoided. Should it occur the pair may turn away and move apart or else respond antagonistically with open-mouthed threat displays. Males would then reapproach from behind, avoiding eye contact. Typically the female will then walk away with the male following, though aggressive males will restrain the female with the forefoot whilst attempting to sniff her genitals. Nonreceptive females attempt to flee or respond aggressively. Receptive females allow the male to restrain them with the forepaw and turn parallel to them. Genital sniffing follows and the female then begins to move away, inviting the male to follow, still attempting to lick and sniff her genitals. Periodically she stops and faces the male and if the male ceases the chase, the female follows him, again inviting him to pursue her. Females often drag the rump which, though apparently anattempt to conceal the genitals, acts to intensify the male pursuit.Similarly a hunched posture with short, delicate steps had a similar effect on males. Genital investigation continues and eventually leads to biting of the fur on the flanks and rump, occasionally leading to a brief outbreak of fighting after which the female would break away. Biting was accompanied by spitting vocalisations from the female. If the maledid not follow, the female again sought to incite pursuit. The whole procedure was repeated four or five times over a period of 5 to 7 minutes. Copulation occurred at the end of these sequences, the male swinging his hindquarters around and mounting the female. He grasped the midsection anterior to the pelvis with his forepaws and immobilised the ankles of the female with his hindpaws using the opposable hallux. The pair than fall to the side (the right side in 70% of cases) and the male began to thrust, thrusting being more vigorous prior to penetration and shallow and more measured afterwards. Thrusting took place for a period of 4 to 7 minutes with several rest periods, the male kneading the sides of the female who remained immobile with mouth open. Prior to termination the male thrusts with more force, then stopped, dismounted and moved away. A lock of the penis into the vagina was noted, with the male tugging to release himself for 1 to 3 seconds in 60% of observed copulations, whilst in one case the male dragged the female backwards for 5seconds as he sought to free himself. Following copulation both animals groomed their genital area for 10 to 15 seconds. No further sexual encounters took place and approach of either individual was repelled with open-mouthed threats or retreat to the nest box. Female receptivity lasted about 36 hours. By 48 hours after the initiation of receptivity females showed increased aggressive responses and would attack males after 2 to 3 minutes of genital sniffing.Fadem & Rayve (1985) document in detail the oestrous cycle of this species based on vaginal smears. Oestrous was identified by a sudden proliferation of epithelial cells that lasted 3 to 12 days and was then followed by leucocytic infiltration. Mean length of the period of oestrous was 5.9 days (+/- 2.1 days) and mean oestrous cycle length was 26.3 days (+/- 9.2 days). However variability in the oestrouscycle length was attributed to a bimodal distribution of 14.4 days (+/.2.8 days, range 11-17 days, n=5) and 32.3 days (+/.3.4 days, range 28-39 days, n=10). Length of the period of oestrous however did not varyregardless of the cycle length. Oestrous periods occurred in synchrony and were induced by the presence of a male. Oestrous period following the introduction of a male was 4 to 8 days, though one female already in oestrous when a male was introduced showed an oestrous period of 12 days. Under captive conditions 75% of matings occurred within 9 days of the introduction of a male and 91.6% within 13 days. Females also came into reproductive condition 3 to 7 days after they were permitted to have sensory contact with a male, even if mating was subsequently prevented. As a result the presence of males affects oestrus, ovulation and pregnancy in this species. Animals housed alone for long periods become reproductively inactive. However not all females are physiologically responsive to males, and 54% of the females in one group failed to produce litters whilst 43% of females in a second group failed to enter oestrus despite being paired with males. (Fadem 1985). Fadem (1987) experimentally demonstrated that pheromonal cues from intact males induced oestrous in 75-100% of females, whilst cues from females and castrated males resulted in just 25% of females entering oestrous. The females were not exposed to the other animals themselves, but to the cages which they had recently inhabited. This mechanism allows females to rapidly enter into reproductive condition in the presence of a male. Though the identity of the pheromone was unknown, it was identified as at least partially androgen-dependent and possibly related to secretions from the suprasternal gland of males, as the gland disappears following castration. Pregnancy No females weighing less than 50g exhibited signs of reproduction in the Brazilian caatinga (Streilein 1982c). Fadem (1985) noted that 75% of litters were born 19 to 24 after pairing and 16.6% were born 26 to 28 days after pairing. The remaining 8.4% were born 36 to 39 days after pairing.In the laboratory c86% of matings occurred in the dark phase of the laboratory-controlled mating cycle. Ovulation occurs 18-20 hours after mating, stimulated by contact with the male, and conception 2 hours later. (Macrini 2004). The gestation is 14 to 15 days, new-borns being c1cm long, altricial and immediately attaching to a nipple. Litters in wild populations in the Brazilian caatinga contain 6 to 11 offspring, with an average of 8.4 (Streilein 1982c). In captivity litters of 3 to 14 have been reported with an average of 7. The juveniles are attached to the nipple for 2 weeks before being transferred to the nest or carried on the mother ́s back. (Macrini 2004). Periods as short as 7 to 8 weeks have been recorded between pregnancies in the Brazilian caatinga (Streilein 1982c). Development Neonates that fall from the nipple are not retrieved by the mother, but older young which fall from her back are retrieved. Hair growth begins at 18-21 days and the eyes open at 28-35 days. Once hair has begun to grow the mother grooms her offspring using her tongue, teeth and forefeet. Wounds incurred prior to postnatal day 9 heal without scarring. Juveniles are capable of taking solid food at 4 to 5 weeks and captive juveniles can be successfully separated from the mother at 7 weeks. Typically weaning occurs at 8 weeks. The parent recognises her own young by their scent. A minimum of 7 to 8 weeks passes between litters. Sexual maturity is reached at 5 to 7 months, and captive individuals were able to reproduce at 15 months. (Redford & Eisenberg 1999, Macrini 2004). Harder & Jackson (2003) demonstrated the young females come into oestrous earlier if they have been exposed to male pheromones. Females that were exposed to male pheromones at 90 days were larger on average by 130 days (63.5g +/-1.1g) than those that had not been exposed (56.6g +/- 1.1g), and fourout of five exposed females had entered oestrous by this time. Uterine mass was higher (129.8mg +/- 28.8mg) in exposed than unexposed (25.4mg +/- 6.7mg) females. None of the unexposed females had expressed oestrous by 150 days. Pheromonal induction of first estrus was associated with an increased rate of body growth and follicular development.

Smith P 2008 - GREY SHORT-TAILED OPOSSUM Monodelphis domestica - Mammals of Paraguay Nº10Page 8 Smith P - Monodelphis domestica - FAUNA Paraguay Handbook of the Mammals of ParaguayNumber 10 2008



Hierzu auch ein Text aus dem Chat Stefan mit kleinsäuger sui generös Facebook-Seiten 


mehr

BMEL. Bundesministerium für Ernährung und Landwirtschaft (2014): Gutachten über die Mindestanforderungen an die Haltung von Säugetieren.

 

Flores, D. & de la Sancha, N. (2016): Monodelphis domestica. The IUCN Red List of Threatened Species: e.T40514A22171137. http://dx.doi.org/10.2305/IUCN.UK.2016-2.RLTS.T40514A22171137.en.

 

Johnson-Delaney, C. A. (1999): The Gray Short-tailed Opossum. Exotic Pet Practice 4(10): S. 73–74. http://citeseerx.ist.psu.edu/viewdoc/download?doi=10.1.1.622.6159&rep=rep1&type=pdf

 

Macrini, T. E. (2004): Monodelphis domestica. Mammalian Species 760: S. 1–8.

 

S&S Exotic Animals Inc. (2020): Short Tail Possum Care Sheet. http://www.sandsexoticanimals.com/care/short_tail_possums.html

 

Schumacher (2004): Kurzschwanzopossums. www.rodent-info.de (letzter Abruf 29.11.2017)

 

Smith, K. (2007): Instructions for the care and husbandry of the Mini-Opossums (Monodelphis domestica).  Duke University, Department of Biology, Smith's Lab. http://www.biology.duke.edu/kksmithlab/research/md_sop.pdf

 

Smith, P. (2008): Grey Short-Tailed Opossum. Monodelphis domestica. Mammals of Paraguay No.10. FAUNA Paraguay. Handbook of the Mammals of Paraguay.

 

VandeBerg, J. L. & Robinson, E. S. (1997): The Laboratory Opossum (Monodelphis domestica) in Laboratory Research. ILAR Journal 38(1): S. 4–12. https://doi.org/10.1093/ilar.38.1.4

 

VandeBerg, J. L. & Willimas-Blangero, S.  (2010):The laboratory opossum. In: Hubrecht, R. C. & Kirkwood, J.: The UFAW Handbook on the Care and Management of Laboratory and Other Research Animals. Wiley Blackwell.

 

Wilkinson, M.; Stirton, C. & McConnachie, A. (2010): Behavioural observations of singly-housed grey short-tailed opossums (Monodelphis domestica) in standard and enriched environments. https://doi.org/10.1258/la.2010.010040

 

 

Schumacher 

Beobachtung des Verhaltens wichtig, um bei starken Aggressionen sofort eingreifen zu können. In jedem Fall sind sehr viele Versteckmöglichkeiten und mehrere Schlafkästen Bedingung dafür, so dass sich die Partner bei Streitigkeiten sofort aus dem Weg gehen können und die Terrarien sollten auch entsprechend geräumig sein. Zur Vergesellschaftung fremder Tiere kann es hilfreich sein, ihnen die ersten Tage Lebendfutter im Überfluss anzubieten, so dass sie durch die Jagd nach den Futtertieren voneinander abgelenkt sind. So klappten bei mir mehrere Vergesellschaftungen fremder Tiere und diese waren dann auch auf Dauer zusammen zu halten. Aber auch wenn dies so positiv verlaufen kann, sollte man immer darauf eingerichtet sein, die Tiere sehr schnell trennen zu können und dementsprechend mehrere Behälter zur Verfügung zu haben.
asic Maintenance and Breeding of the Opossum Monodelphis domestica  Article (PDF Available) in Cold Spring Harbor Protocols 2008(10):pdb.prot5073 · October 2008 with 501 Reads  DOI: 10.1101/pdb.prot5073 · Source: PubMed Cite this publication Anna L Keyte at Duke University Medical Center Anna L Keyte 22.74Duke University Medical Center Kathleen K Smith at Duke University Kathleen K Smith 33.74Duke University

https://www.researchgate.net/publication/50225827_Basic_Maintenance_and_Breeding_of_the_Opossum_Monodelphis_domestica

1. Maintain males and females in different rooms or chambers during nonbreeding periods.
This ensures that male pheromones do not reach the females except during breeding.

2. Three to 6 days before breeding, place the females in the male room and in close proximity to
their future mate.
Olfaction is critically important in Monodelphis social behavior and in inducing estrus and ovu-
lation in the females. This introductory period minimizes aggression and reduces the time during
which the animals must be maintained in the same cage. It also appears to increase breeding suc-
cess.

3. After 2 to 3 days, switch cages so that the female is in the male’s cage and the male is in the
female’s cage. Leave them in these cages for the remaining olfactory contact period.

4. After the above period of olfactory contact, place one male and one female together in a large
breeding cage with water bottles and food bowls, but without a “house.” Keep the animals in
the same cage for 5–7 days.
With a prior 6-day period of olfactory contact, they generally mate 4–5 days after introduction into
a common cage. A
Well over 95% of documented mating events produce pregnancy in the female.

5. Young are generally born 14.5 days after mating. They are permanently attached to the female for
the first 10–12 days of life and begin to move independently (although they still feed frequently)
after about 35 days. Females may be kept with their young until weaning.

6. As the animals mature, clean the cages two to three times per week, depending on the litter
size. The young become quite independent after about 35 days, so take great care to prevent
escapes after this time.

7. At 55–60 days after mating, wean the young by separating them from their mother. Keep two
or three same-sex siblings in the same cage for an additional 1–2 months after weaning.
Eventually, they will begin to fight and must be moved to indivual cages